Definition und Merkmale

Myeloproliferative Neoplasien (MPN) sind seltene, klonale Erkrankungen der hämatopoetischen Stammzelle, welche viele Gemeinsamkeiten aufweisen, weshalb sie sich vor allem im Anfangsstadium häufig nur schwer voneinander unterscheiden lassen und in einzelnen Fällen auch ineinander übergehen können. Die jährliche Inzidenz von allen MPN-Subtypen kombiniert liegt bei etwa 6/100.000 (Swerdlow et al. 2017). MPN betreffen in der Regel Menschen des höheren Lebensalters mit einem Median von 60-65 Jahren (Barbui 2012). Charakteristisch bei MPN ist eine Hyperzellularität des Knochenmarks, speziell der myeloischen Zellreihe und je nach Entität eine erhöhte Anzahl von Erythrozyten, Granulozyten und/oder Thrombozyten im peripheren Blut (Haferlach et al. 2008, Swerdlow et al. 2017).

MPN werden grundsätzlich eingeteilt in die chronische myeloische Leukämie (CML) als BCR-ABL1-positive MPN und die BCR-ABL1-negativen myeloproliferativen Neoplasien (Haferlach et al. 2008, Swerdlow et al. 2017).

Klassifikation der MPN

Die Einteilung in die BCR-ABL1-positive CML und die BCR-ABL1-negativen myeloproliferativen Neoplasien erfolgt gemäß der WHO-Klassifikation (vgl. Tabelle 1) (Swerdlow et al. 2017).

Tabelle 1: MPN WHO-Klassifikation 2017
(Swerdlow et al., 2017)

Myeloproliferative Neoplasien (MPN)

Chronische myeloische Leukämie (CML)

BCR-ABL1-positiv

Chronische Neutrophilen-Leukämie (CNL)

BCR-ABL1-negativ

Polyzythämia vera (PV)

Primäre Myelofibrose (PMF)

  • Präfibrotisches Stadium
  • Fibrotisches Stadium
 

Essentielle Thrombozythämie (ET)

Chronische Eosinophilen-Leukämie, nicht anderweitig klassifiziert (CEL, NOS)

MPN, nicht klassifizierbar (MPN-U)

Die drei Entitäten Polycythaemia vera (PV), essenzielle Thrombozythämie (ET) und primäre Myelofibrose (PMF) werden häufig auch unter dem Begriff der „klassischen“ BCR-ABL1-negativen MPN zusammengefasst. Die primäre Myelofibrose wurde früher auch als Osteomyelofibrose (OMF) oder chronische idiopathische Myelofibrose (CIMF) bezeichnet.

Im Gegensatz zur CML, die durch das Vorliegen eines BCR-ABL1-Rearrangements bzw. eines Philadelphia Chromosoms eindeutig definiert ist, handelt es sich bei den BCR-ABL1-negativen myeloproliferativen Erkrankungen aus zytogenetischer und molekulargenetischer Sicht um eine sehr heterogene Gruppe von Erkrankungen. Das spiegelt sich vor allem in der Häufigkeit und der Art klonaler Chromosomenaberrationen sowie molekulargenetischer Veränderungen wider.

Diagnostik bei MPN

Zytomorphologie

Die zytomorphologische Beurteilung bei den MPN bezieht die Zellularität im Gesamten sowie in den einzelnen hämatopoetischen Reihen ein. Wichtig ist auch die Feststellung des Blastenanteils im Blut und im Knochenmark. Besteht eine Fibrosierung des Knochenmarks z.B. bei primärer Myelofibrose (PMF), ist oftmals die zytomorphologische Beurteilbarkeit der Präparate eingeschränkt (punctio sicca).

Maßgeblich für die Beurteilung des Fasergrads und der Knochenmarkarchitektur ist in allen Fällen die Histologie, welche bei einer vermuteten oder gesicherten MPN immer durchgeführt werden sollte.

Chromosomenanalyse

Die bei MPN auftretenden chromosomalen Veränderungen präsentieren sich sehr heterogen. Chromosomale Aberrationen werden am häufigsten bei PMF beobachtet (40%), gefolgt von PV (35%), wohingegen sich Veränderungen bei ET nur selten finden lassen (~ 3%). Über 80% der chromosomalen Aberrationen bei MPN sind unbalancierte Veränderungen (Bacher et al. 2005).

MPN-übergreifend finden sich die Trisomie 8, Trisomie 9 und Trisomie 9p. Eine typische Veränderung stellt auch die Deletion im langen Arm eines Chromosoms 20 (del(20q)) dar. Weitere zytogenetische Veränderungen bei MPN sind der Verlust des Y-Chromosoms (-Y) sowie ein Zugewinn eines Chromosoms 19 (+19) (Bacher et al. 2005, Gangat et al. 2008, Haferlach et al. 2008, Sever et al. 2009, Swerdlow et al. 2017, Tefferi et al. 2018)

Die Trisomie 8 (+8) stellt die häufigste klonale Veränderung dar (~ 20% der PV-Fälle, 10% der PMF-Fälle) (Haferlach et al. 2008). Das Vorliegen einer Trisomie 8 lässt allerdings nur bedingt Rückschlüsse auf die Art der Erkrankung zu, da sie auch bei MDS und AML auftritt. Weitere Veränderungen bei MPN betreffen Chromosom 7 (-7, -7q) und kommen oftmals in Kombination mit JAK2-Mutationen vor (Dunlap et al. 2011).

Deletionen im langen Arm eines Chromosoms 13 (del(13q)) sowie der Zugewinn von Material des langen Armes von Chromosom 1 (+1q) treten zudem bei PV und PMF auf (Bacher et al. 2005). Bei der PMF betrifft diese Veränderung 6 bzw. 10% der Fälle (Bacher et al. 2005). Bei PV und PMF werden außerdem Deletionen im kurzen Arm von Chromosom 12 (del(12p)) beobachtet.

Die Trisomie 9 bzw. Trisomie 9p gehört zu den häufigsten zytogenetischen Veränderungen bei der PV und wird in etwa 10% der Fälle beobachtet (Haferlach et al. 2008). Sie geht praktisch immer mit einer homozygoten V617F Mutation im JAK2-Gen einher.

Tabelle 2: Übersicht über chromosomale Aberrationen bei klassischen BCR-ABL1-negativen MPN (Bacher et al. 2005, Gangat et al. 2008, Haferlach et al. 2008, Sever et al. 2009, Swerdlow et al. 2017, Tefferi et al. 2018)

Aberration

PMF

PV

ET

+8

+

+

+

del(20q)

+

+

+

-Y

+

+

+

+9

+

+

+

del(5q)

+

+

+

del(13q)

+

+

 

+1q

+

+

 

del(12p)

+

+

 

del(9p)

 

+

+

del(9q)

 

 

+

+19

+

 

 

-7/-7q

+

 

 

partial +1q

+

 

 

Fluoreszenz in situ Hybridisierung (FISH)

Im Rahmen der Diagnostik der MPN ist die FISH-Analyse überwiegend als ergänzende Methode zur klassischen Chromosomenanalyse zu sehen. Sie wird gezielt zur Beantwortung bestimmter Fragestellungen eingesetzt. Zum Ausschluss eines BCR-ABL1-Rearrangements als sichere Abgrenzung gegenüber der CML sollte bei Verdacht auf MPN immer eine FISH-Analyse und/oder eine PCR durchgeführt werden, da auch beim Fehlen einer Philadelphia-Translokation in der Chromosomenanalyse ein kryptisches BCR-ABL1-Rearrangement vorliegen kann (sog. Philadelphia-negative BCR-ABL1-positive CML).

Mittels eines FISH-“Screenings“ an Interphase-Kernen würde nur ein Bruchteil der bei der MPN möglichen Aberrationen erfasst werden. Daher kann eine FISH die klassische Chromosomenanalyse nicht ersetzen.

Molekulargenetik

Die Molekulargenetik hat heute den wichtigsten Stellenwert in der MPN-Diagnostik. Sie wird eingesetzt, um ein BCR-ABL1-Rearrangement auszuschließen und dient darüber hinaus zur Abgrenzung einer MPN von einer reaktiven Veränderung sowie zur Verlaufsdiagnostik. Hierfür wurden in den letzten zehn Jahren eine Vielzahl von Mutationen (v.a. JAK2 V617F, MPL, CALR) identifiziert (siehe Tabelle 3).

Tabelle 3: Häufigkeit der verschiedenen Mutationen bei PV, ET und PMF (Tefferi 2018)

GenHäufigkeit (%)

PV

ETPMF

JAK2

96

55

65

JAK2 Exon 12

3

k.A.

k.A.

CALR

0

20

25

MPL

k.A.

3

10

TET2

16

5

17

ASXL1

k.A.

3

13

IDH1/2

2

1

4

EZH2

3

k.A.

7

DNMT3A

7

k.A.

7

CBL

selten

selten

6

TP53

k.A.

k.A.

4

SF3B1

k.A.

k.A.

7

SRSF2

k.A.

k.A.

17

U2AF1

k.A.

k.A.

16

Bei familiär auftretenden MPN lassen sich gelegentlich Mutationen in den VHL-, EPOR-, EPAS1- und EGLN1-Genen finden. Diese Mutationen sind sehr selten und sollten dann untersucht werden, wenn alle anderen Marker negativ sind, der Patient sehr jung ist und es eine positive Familienanamnese gibt (Jones & Cross 2013, Rumi & Cazzola 2017, McMullin 2019).

JAK2 V617F-Mutation spielt zentrale Rolle bei der MPN-Diagnostik

Die V617F-Mutation im Exon 14 des JAK2-Gens (Januskinase 2) hat eine zentrale Rolle in der Diagnostik der MPN eingenommen. Hierbei kommt es zu einem Austausch von Guanidin durch Thymidin an Nukleotidposition 1849, was zu einer Substitution der Aminosäure Valin an Position p.617 durch Phenylalanin führt (Baxter et al. 2005, James et al. 2005, Kralovics et al. 2005, Levine et al. 2005, Bench et al. 2013, Vainchenker & Kralovics 2017). Diese Mutation, die in einer erhöhten Kinaseaktivität resultiert, findet sich bei etwa 96% aller PV-Patienten. V617F-Mutationen finden sich auch bei ca. 50% aller ET und PMF. Generell scheint eine fortgeschrittene Erkrankung mit einer höheren Mutationslast (d.h. Verhältnis Mutation/Wildtyp) einherzugehen, wobei sich die höchsten Mutationslasten bei PV und die niedrigsten bei ET finden. Homozygote V617F-Mutationen, die durch uniparentale Disomie entstehen, treten bei PV häufiger auf als bei ET (Stein et al. 2015).

JAK2 Exon 12-Mutationen bei V617F-negativer PV

Bei etwa 80% aller V617F-negativen PV-Fälle finden sich Mutationen im Exon 12 des JAK2-Gens, die im Gegensatz zur V617F-Mutation heterogen sein können (Langabeer et al. 2015, Stein et al. 2015, Geyer & Orazi 2016). Diese Mutationen sind meistens Insertionen oder Deletionen im Bereich der Aminosäurereste 533-547 (Langabeer et al. 2015), wobei seltener auch Punktmutationen (Missensemutationen) oder größere Insertionen vorliegen können (Butcher et al. 2008, Pietra et al. 2008, Langabeer et al. 2015, Vainchenker & Kralovics 2017). Über die Hälfte aller Patienten mit JAK2 Exon 12-Mutationen weisen nicht den klassischen PV-Phänotyp auf, sondern imponieren als isolierte Erythrozytosen (Pardanani et al. 2007, Scott et al. 2007, Williams et al. 2007, Pietra et al. 2008, Passamonti et al. 2011). Die klinische Symptomatik erscheint weniger ausgeprägt, jedoch liegen aufgrund der insgesamt geringen Häufigkeit bisher keine sicheren Daten zur Prognose vor.

MPL- und CALR-Mutationen bei JAK2 V617F-negativer PMF oder ET

Das MPL-Gen kodiert für den Thrombopoetinrezeptor und ist ein häufig mutiertes Gen bei JAK2 V617F-negativen Patienten, wobei die relative Mutationshäufigkeit zwischen verschiedenen Studien stark variiert. Bei PMF-Patienten sind bis zu 16% beschrieben, bei ET-Patienten 0-15% (Levine & Wernig 2006, Pikman et al. 2006, Beer et al. 2008, Pietra et al. 2011). Mutationen im MPL-Gen liegen fast immer an der Position W515, wobei es zu einem Austausch des Tryptophans gegen Leucin (W515L), Lysin (W515K) oder seltener auch gegen Arginin (W515R), Serin (W515S) oder Alanin (W515A) kommt. Selten finden sich auch S505N-Mutationen (Pardanani et al. 2006, Pikman et al. 2006, Tefferi 2008, Langabeer et al. 2015). Auch diese Mutationen führen zu einer konstitutiven Aktivierung des JAK-STAT Signalweges.

Das Gesamtüberleben von JAK2 V617F- und MPL W515-mutierten Patienten unterscheidet sich nicht (Klampfl et al. 2013). Patienten mit MPL-Mutation zeigen tendenziell geringere Hämoglobin-Werte. ET-Patienten mit MPL-Mutation zeigen im Vergleich zu Patienten mit JAK2 V617F Mutation zudem höhere Thrombozyten-Werte, isolierte Megakaryozyten-Proliferation und höhere Serum-Erythropoetin-Werte (Langabeer et al. 2015). Analog zur JAK2 V617F-Mutation gilt auch für MPL-Mutationen, dass die Mutationslast bei der PMF in der Regel höher ist als bei der ET und bei Progression der Erkrankung zunehmen kann (Rumi et al. 2013).

Mutationen im Calreticulin-Gen (CALR) finden sich bei bis zu 70% der Patienten mit essentieller Thrombozythämie und bei 56-88% mit Myelofibrosen, bei denen keine JAK2- oder MPL-Mutation nachgewiesen wurde (Klampfl et al. 2013, Nangalia et al. 2013).

TET2-Mutationen treten bei MPN unabhängig vom JAK2-Mutationsstatus auf

Bei jeweils 10-20% aller PV und PMF sowie etwa 5% der ET wurden zudem Mutationen im TET2-Gen, einem Mitglied der TET-Onkogen-Familie, beschrieben, welche unabhängig vom JAK2-Mutationsstatus auftreten können (Langabeer et al. 2015). TET2-Mutationen finden sich in der Entstehungssequenz vor oder nach JAK2-Mutationen und stellen bei MPN frühe oder auch späte Ereignisse bei der Transformation dar. Da TET2-Mutationen bei allen MPN-Typen zu finden sind, erlauben sie keine Unterscheidung zwischen den Entitäten. Sie können jedoch hilfreich sein, um eine klonale Erkrankung von einer reaktiven Veränderung abzugrenzen (Stein et al. 2015).

Prognose bei MPN

Neben erhöhtem Alter, Leukozytose und Thrombose (Gangat et al. 2011, Barbui et al. 2018) scheint im Allgemeinen der Nachweis chromosomaler Veränderungen bei Diagnosestellung einer MPN mit einer ungünstigeren Prognose assoziiert zu sein. Das Auftreten komplexer Karyotypen im Verlauf einer MPN erhöht die Wahrscheinlichkeit eines Übergangs in eine Blastenkrise (Haferlach et al. 2008). SNP-Array Analysen zeigten in der Blastenkrise gehäuft Deletionen der Gene ETV6 (Chr. 12), TP53 (Chr. 17) oder RUNX1 (Chr. 21) (Thoennissen et al. 2010).

Genmutationen beeinflussen das Risikoprofil der „klassischen“ BCR-ABL1-negativen MPN

Die JAK2 V617F-Mutation ist die häufigste Mutation bei MPN. Die PV ist fast immer mit dieser Mutation assoziiert (97%). Neben der JAK2 V617F-Mutation treten bei ET und PMF oftmals Mutationen in den Genen CALR (20-25%) und MPL (3-8%) auf. Diese Mutationen gehören zu den Treibermutationen bei MPN, ermöglichen jedoch aufgrund ihres entitätsübergreifenden Auftretens keine spezifische Diagnose.

81% der PMF-Patienten, 53% der PV-Patienten und 53% der ET-Patienten zeigen zusätzlich zu den Treibermutationen weitere Mutationen (Nicht-Treiber-Mutationen), die u.a. die Gene SRSF2, ASXL1, IDH2, EZH2, TP53, U2AF1, CBL, SF3B1 und SH2B3 betreffen (vgl. auch Abb. 1). IDH2-Mutationen werden in allen drei klassischen BCR-ABL1-negativen MPN als Risikofaktor eingestuft (Tefferi et al. 2016, Tefferi & Vannucchi 2017). Darüber hinaus besitzt jede der drei Entitäten ein entitäts-spezifisches Risikoprofil, einen Überblick gibt Abbildung 1.

Abb. 1: Rekurrente Nicht-Treiber-Gen-Mutationen bei PMF, PV und ET mit prognostischem Einfluss (adaptiert nach Tefferi et al. 2016, Tefferi & Vannucchi 2017).

Rekurrente Mutationen bei PMF-Patienten betreffen häufig die Gene SRSF2, ASXL1, IDH2, EZH2, TP53, U2AF1 und CBL. Diese Gen-Mutationen sind prognostisch bedeutsam und das Auftreten von zwei oder mehreren Mutationen verschlechtert die Prognose (Guglielmelli et al. 2011, Vannucchi et al. 2013, Guglielmelli et al. 2014, Tefferi et al. 2014).

Bei PV-Patienten gehören zu den rekurrenten Mutationen u.a. SRSF2, ASXL1 und IDH2, die jeweils mit einem verringerten Gesamtüberleben sowie myelofibrose-/leukämiefreiem Überleben assoziiert sind (Tefferi et al. 2016, Tefferi & Vannucchi 2017).

Bei etwa 15% der ET-Patienten liegt eine Mutation in mindestens einem der Gene IDH2, EZH2, TP53, U2AF1, SF2B1 oder SH2B3 vor. Diese Mutationen gelten als Risikofaktoren und sind mit einem verringerten Gesamtüberleben bzw. myelofibrose- und leukämiefreien Überleben assoziiert (Tefferi & Vannucchi 2017).

Einen detaillierten Einblick in die einzelnen MPN und deren genetische Risikoprofile finden Sie in den Infotexten der jeweiligen Entität:

Referenzen zu MPN

Bacher U et al. Conventional cytogenetics of myeloproliferative diseases other than CML contribute valid information. Ann Hematol 2005;84(4):250-257.

Barbui T. How to manage children and young adults with myeloproliferative neoplasms. Leukemia 2012;26(7):1452-1457.

Barbui T et al. Philadelphia chromosome-negative classical myeloproliferative neoplasms: revised management recommendations from European LeukemiaNet. Leukemia 2018;32(5):1057-1069.

Baxter EJ et al. Acquired mutation of the tyrosine kinase JAK2 in human myeloproliferative disorders. Lancet 2005;365(9464):1054-1061.

Beer PA et al. MPL mutations in myeloproliferative disorders: analysis of the PT-1 cohort. Blood 2008;112(1):141-149.

Bench AJ et al. Molecular diagnosis of the myeloproliferative neoplasms: UK guidelines for the detection of JAK2 V617F and other relevant mutations. Br J Haematol 2013;160(1):25-34.

Butcher CM et al. Two novel JAK2 exon 12 mutations in JAK2V617F-negative polycythaemia vera patients. Leukemia 2008;22(4):870-873.

Dunlap J et al. Association of JAK2 Mutation Status and Cytogenetic Abnormalities in Myeloproliferative Neoplasms and Myelodysplastic/Myeloproliferative Neoplasms. Am J Clin Pathol 2011;135(5):709-719.

Gangat N et al. DIPSS plus: a refined Dynamic International Prognostic Scoring System for primary myelofibrosis that incorporates prognostic information from karyotype, platelet count, and transfusion status. J Clin Oncol 2011;29(4):392-397.

Gangat N et al. Cytogenetic studies at diagnosis in polycythemia vera: clinical and JAK2V617F allele burden correlates. Eur J Haematol 2008;80(3):197-200.

Geyer JT, Orazi A. Myeloproliferative neoplasms (BCR-ABL1 negative) and myelodysplastic/myeloproliferative neoplasms: current diagnostic principles and upcoming updates. Int J Lab Hematol 2016;38 Suppl 1(12-19.

Guglielmelli P et al. EZH2 mutational status predicts poor survival in myelofibrosis. Blood 2011;118(19):5227-5234.

Guglielmelli P et al. The number of prognostically detrimental mutations and prognosis in primary myelofibrosis: an international study of 797 patients. Leukemia 2014;28(9):1804-1810.

Haferlach T et al. The diagnosis of BCR/ABL-negative chronic myeloproliferative diseases (CMPD): a comprehensive approach based on morphology, cytogenetics, and molecular markers. Ann Hematol 2008;87(1):1-10.

James C et al. A unique clonal JAK2 mutation leading to constitutive signalling causes polycythaemia vera. Nature 2005;434(7037):1144-1148.

Jones AV, Cross NC. Inherited predisposition to myeloproliferative neoplasms. Ther Adv Hematol 2013;4(4):237-253.

Klampfl T et al. Somatic mutations of calreticulin in myeloproliferative neoplasms. N Engl J Med 2013;369(25):2379-2390.

Kralovics R et al. A gain-of-function mutation of JAK2 in myeloproliferative disorders. N. Engl. J. Med 2005;352(17):1779-1790.

Langabeer SE et al. Molecular diagnostics of myeloproliferative neoplasms. Eur. J Haematol 2015;95(4):270-279.

Levine RL et al. Activating mutation in the tyrosine kinase JAK2 in polycythemia vera, essential thrombocythemia, and myeloid metaplasia with myelofibrosis. Cancer Cell 2005;7(4):387-397.

Levine RL, Wernig G. Role of JAK-STAT signaling in the pathogenesis of myeloproliferative disorders. Hematology Am Soc Hematol Educ Program 2006;233-239, 510.

McMullin MF. Diagnostic workflow for hereditary erythrocytosis and thrombocytosis. Hematology Am Soc Hematol Educ Program 2019;2019(1):391-396.

Nangalia J et al. Somatic CALR mutations in myeloproliferative neoplasms with nonmutated JAK2. N Engl J Med 2013;369(25):2391-2405.

Pardanani A et al. Prevalence and clinicopathologic correlates of JAK2 exon 12 mutations in JAK2V617F-negative polycythemia vera. Leukemia 2007;21(9):1960-1963.

Pardanani AD et al. MPL515 mutations in myeloproliferative and other myeloid disorders: a study of 1182 patients. Blood 2006;108(10):3472-3476.

Passamonti F et al. Molecular and clinical features of the myeloproliferative neoplasm associated with JAK2 exon 12 mutations. Blood 2011;117(10):2813-2816.

Pietra D et al. Deep sequencing reveals double mutations in cis of MPL exon 10 in myeloproliferative neoplasms. Haematologica 2011;96(4):607-611.

Pietra D et al. Somatic mutations of JAK2 exon 12 in patients with JAK2 (V617F)-negative myeloproliferative disorders. Blood 2008;111(3):1686-1689.

Pikman Y et al. MPLW515L is a novel somatic activating mutation in myelofibrosis with myeloid metaplasia. PLoS Med 2006;3(7):e270.

Rumi E, Cazzola M. Advances in understanding the pathogenesis of familial myeloproliferative neoplasms. Br J Haematol 2017;178(5):689-698.

Rumi E et al. Acquired copy-neutral loss of heterozygosity of chromosome 1p as a molecular event associated with marrow fibrosis in MPL-mutated myeloproliferative neoplasms. Blood 2013;121(21):4388-4395.

Scott LM et al. JAK2 exon 12 mutations in polycythemia vera and idiopathic erythrocytosis. N. Engl. J Med 2007;356(5):459-468.

Sever M et al. Cytogenetic abnormalities in essential thrombocythemia at presentation and transformation. Int J Hematol 2009;90(4):522-525.

Stein BL et al. Polycythemia Vera: An Appraisal of the Biology and Management 10 Years After the Discovery of JAK2 V617F. J Clin Oncol 2015;33(33):3953-3960.

Swerdlow SH et al. WHO Classification of Tumours of Haematopoietic and Lymphoid Tissues. International Agency for Research on Cancer (IARC) 2017; 4th.

Tefferi A. The history of myeloproliferative disorders: before and after Dameshek. Leukemia 2008;22(1):3-13.

Tefferi A. Primary myelofibrosis: 2019 update on diagnosis, risk-stratification and management. Am J Hematol 2018;93(12):1551-1560.

Tefferi A et al. CALR and ASXL1 mutations-based molecular prognostication in primary myelofibrosis: an international study of 570 patients. Leukemia 2014;28(7):1494-1500.

Tefferi A et al. Targeted deep sequencing in polycythemia vera and essential thrombocythemia. Blood Adv 2016;1(1):21-30.

Tefferi A et al. Revised cytogenetic risk stratification in primary myelofibrosis: analysis based on 1002 informative patients. Leukemia 2018;32(5):1189-1199.

Tefferi A, Vannucchi AM. Genetic Risk Assessment in Myeloproliferative Neoplasms. Mayo Clin Proc 2017;92(8):1283-1290.

Thoennissen NH et al. Prevalence and prognostic impact of allelic imbalances associated with leukemic transformation of Philadelphia chromosome-negative myeloproliferative neoplasms. Blood 2010;115(14):2882-2890.

Vainchenker W, Kralovics R. Genetic basis and molecular pathophysiology of classical myeloproliferative neoplasms. Blood 2017;129(6):667-679.

Vannucchi AM et al. Mutations and prognosis in primary myelofibrosis. Leukemia 2013;27(9):1861-1869.

Williams DM et al. Phenotypic variations and new mutations in JAK2 V617F-negative polycythemia vera, erythrocytosis, and idiopathic myelofibrosis. Exp Hematol 2007;35(11):1641-1646.